-
Université de Strasbourg
- Adjoint technique à la recherche
Strasbourg
2009 - maintenant
J‘ai réintégré l'Université de Strasbourg et repris mes fonctions d'adjoint technique à la recherche dans l'équipe « Exploration fonctionnelle de la Douleur » dirigée par le Pr. Pierrick Poisbeau (Département Nociception et Douleur, INCI, CNRS UPR3212). C'est dans ce cadre que je participe à l'axe de recherche portant sur la morphine endogène animé par le chercheur Yannick Goumon. La morphine endogène est exprimée par différents types de lignées cellulaires et est secrétée lors de diverses stimulations (nicotine, éthanol, paracétamol).
J’étudie la localisation subcellulaire de cet alcaloïde dans nos modèles cellulaires (U373-MG qui dérive d’un astroglyome humain et PC-12 issues d’une tumeur de la glande médullo-surrénale).
J’ai développé les conditions optimales de perméabilisation, des anticorps primaires (morphine, dopamine, chromogranine A) et secondaires (couplé à un fluorochrome).
J’observe les marquages immunocytofluorescents à l’aide d’un microscope confocal LSM 510 (Zeiss) équipé d’un objectif 63x à immersion. Je suis actuellement en cours de formation pour une utilisation autonome de cet appareil. L’interprétation, l’analyse des résultats nécessite une parfaite maîtrise de Photoshop et Power point.
En parallèle à l’étude d’immunocytofluorescence, je quantifie la morphine par ELISA (Morphine Specific Direct Elisa Kit). Une mise au point est en cours de réalisation pour obtenir un meilleur rendement lors de l’extraction et purification de la morphine. Les analyses sont interprétées par l’intermédiaire du logiciel Excel.*
Je réalise la mise au point des conditions optimales d’utilisation des anticorps dirigés contre des enzymes intervenant lors de la synthèse de la morphine et de son transport membranaire. Pour ce faire, j’extrais les protéines des cellules en cultures (sonication, centrifugation, récupération du surnageant) et dose les protéines (dosage de Bradford). Je réalise ensuite une électrophorèse puis un electrotransfert sur membrane PVDF. La révélation de l’activité de la peroxydase de raifort (HRP) se fait par chemoluminescence.
Dans le cadre de l'étude du transport membranaire de la morphine, je mets au point les conditions optimales de la surexpression de la DAT (transporteur de la dopamine) dans les cellules eucaryotes et procaryotes :
- Pour les procaryotes : Transformation bactérienne (DH5 alpha), induction IPTG.
- Pour les eucaryotes :Transformation, maxipreparation d’ADN, transfection lipofectamine sur les PC-12. Extraction et dosages des protéines.
Toutes les manipulations et résultats sont consignés dans un cahier de laboratoire et je fais part des résultats par des comptes-rendus chaque semaine.
Outre mes fonctions d’adjoint technique, je me suis investie comme ACMO, j’ai mis en place des procédures d’éliminations des déchets biologiques (formation « autoclave »). J’ai également élaboré le document unique qui permet d’évaluer les différents dangers présents au sein du laboratoire et ainsi de trouver d’éventuelles solutions pour le diminuer les risques des agents. Le prochain projet dans ce domaine consistera à former les membres du laboratoire à l’utilisation de FEVAR afin d’évaluer individuellement les risques chimiques.
-
CNRS
- Assistant ingénieur
Paris
2007 - 2009
En 2007, j'ai eu l'opportunité d'obtenir un CDD d’Assistant Ingénieur pour lequel j’ai pris deux années de disponibilité. De ce fait, j’ai rejoint l'Institut des Neurosciences Cellulaires et Intégratives (INCI- UPR3212 Département Neurobiologie des rythmes) pour contribuer à un projet de recherche portant sur l’obésité. Cette expérience en tant que AI m’a permis d’acquérir une autonomie de réflexion et d’adaptation.
Lors d’une modification du rythme circadien, certaines modifications comportementales et cérébrales sont décelables. J’ai développé un modèle sur le rongeur par le biais d’une restriction alimentaire temporelle. Mes travaux ont été réalisés au sein du chronobiotron, du Centre de Neurochime, qui est une plateforme mettant à disposition des cages équipées de mangeoires à fermeture programmable et d’enregistrement à distance des mouvements des animaux.
Quotidiennement, j’effectuais l’analyse des actogrammes, vérifiant le bon fonctionnement du matériel et analysais le comportement des animaux par rapport à leur restriction. J’effectuais le suivi du poids des animaux et de leur nourriture, et le consignais les données dans mon cahier de laboratoire.
Lorsque les rats possédaient les critères d’adaptation à leur nouveau régime, j' effectuais les analyses immunohistologiques. Pour ce faire, je réalise une perfusion intracardiaque d’un fixateur (paraformaldéhyde) et je procède à une dissection du cerveau. J’ai ensuite réalisé des coupes au cryostat de l’hypothalamus et procèdais à l’analyse des activations neuronales. Cette activation est détectée grâce à la visualisation du marqueur d’activation c-Fos.
L’exploitation des résultats a été réalisée par l’intermédiaire du logiciel « Image J » pour lequel j’ai suivi une formation.
-
Ecole superieure de biotechnologie de strasbourg
- Technicienne de laboratoire
2002 - 2007
J'ai intégré l'Université Louis Pasteur sur un poste d'adjoint technique à la recherche au sein de l’équipe « Oncoprotéine » à l'Ecole Supérieure de Biotechnologie de Strasbourg
Pendant ces 5 années, j’ai mis au point les conditions de production de proteines recombinantes en modifiant les parametres de culture, d’induction et de purification.
j’ai également developpé les differentes types de transfection suivant les lignées cellulaires etudiées. Je réalisais l’analyse par western blot et par immunocytologie.
- Techniques de biologie moléculaire : préparation et séparation des acides nucléiques, clonage, PCR , analyse des données
- Expérimentation animale de niveau II : injection intracardiaque et intramusculaire, prélèvement d’organes et analyses des données chez le rongeur
- Technique de purification de protéines : induction, chromatographies d’affinité et d’exclusion, Western blots
- Technique de biologie cellulaire : maintien des souches, transfection d’ADN
-
Transgene SA
- Technicienne animalier
2000 - 2002
- Travail en zone confinée (animalerie A3)
- Responsable du contrôle environnement en animalerie A3 et de la gestion de l’élevage de souris mdx 5cv
- Mise au point de techniques d'injections intramusculaires et intracardiaques chez le rongeur
- Analyse des resutats
-
Lycee jean rostand
- Technicienne de laboratoire
Chantilly
1999 - 2000
Préparation des travaux pratiques des BTS biotechnogie et biochimie.
Relationnel tres developpé avec les enseignats et étudiants
responsable de l'animalerie (lagomorphes): entretien et gestion
